中國網/中國發展門戶網訊 基因編輯技術的誕生與發展為生命科學研究帶來了深遠的影響，其精準操控基因組的能力已成為推動基礎研究和應用科學的重要工具。自其誕生以來，基因編輯技術經歷了從基礎工具的創制到系統性平臺構建的深刻變革。特別是近年來，研究人員通過活性優化和功能擴展，顯著提升了基因編輯工具的效率和適用性，使其從基礎研究走向了更廣泛的應用領域，包括合成生物學、生物育種和精準醫學等。

隨著學界對生命系統復雜性理解的加深和技術需求的多樣化，基因編輯技術正朝著更高精準度、更低脫靶效應，以及更廣泛應用場景的方向發展。本文回顧了基因編輯工具的發展歷史，梳理了當前的研究熱點與關鍵進展，并對未來的技術發展方向進行了展望，以期為相關領域的未來探索提供有益的借鑒與啟發。

基因編輯工具開發的歷史回顧

基因編輯工具開發的歷史背景

在19世紀中后期至20世紀初，孟德爾的一系列豌豆雜交實驗為遺傳學的初步建立和發展奠定了堅實基礎。伴隨著DNA被證實承載著遺傳信息、DNA雙螺旋結構的確立、中心法則的提出，以及DNA測序和擴增技術的相繼發展，遺傳學漸漸邁入了分子層面，研究者們逐步更加關注基因型與表型之間的內在聯系，并著力于通過遺傳操作驗證基因功能等。然而，通過輻射誘變或化學誘變方法對基因序列進行修改的方式特異性差，且效率較低，難以滿足研究需求。如何實現基因的靶向編輯成了研究人員關注的重要問題。20世紀70年代，斯坦福大學的研究團隊向釀酒酵母中導入了與基因組靶標區域存在同源性的人工DNA序列，通過釀酒酵母自身的同源重組機制，使人工構建的DNA序列靶向替代了染色體中的目標區域，實現了在釀酒酵母染色體中的定點基因整合?；谶@一機制，研究人員后續又在哺乳動物細胞和模式動物中實現了基因的靶向操縱，但是這些基因操縱方式往往需要大規模的基因型或表型篩選操作，面臨著步驟煩瑣、效率較低等問題。

基因編輯底層技術的開發

20世紀80年代，為了實現更為簡便高效的基因編輯，研究人員關注到了可識別較長DNA序列的限制性內切酶，如來自釀酒酵母第一類內含子的巨核酸酶I-SceI，其可特異性識別DNA序列，并切割產生DNA斷裂，進一步可通過細胞內源修復系統實現基因編輯。目前，研究人員已基于巨核酸酶技術，在動植物系統中均實現了基因的靶向編輯。然而，巨核酸酶通過特定的蛋白質序列來識別DNA，并對靶向位點造成切割，重編程核酸酶靶向新的DNA位點涉及蛋白質的改造，通常比較困難，從而使得編輯窗口較為局限。如何實現可編程化的基因操縱成了領域關注的重點。為此，研究人員針對基因的靶向識別和切割過程，設計了相應的模塊，并通過有機組合，形成了一系列的可編程基因編輯底盤工具。

1996年，美國約翰斯·霍普金斯大學研究團隊在具備DNA特異性識別功能的鋅指蛋白模塊基礎上，融合表達核酸內切酶Fok I模塊，創制了鋅指核酸酶（ZFN）基因編輯技術，其中的鋅指蛋白模塊包含多個鋅指單元，每個單元可負責識別3個堿基對，通過串聯多個識別相應堿基三聯體的單元模塊，即可精準識別較長的DNA序列，從而引導核酸酶模塊，對感興趣的核酸位點實現靶向切割。類似地，隨著轉錄激活因子樣效應因子（TALE）識別DNA序列的模式被破譯，學界將核酸內切酶Fok I模塊與TALE融合，形成了新的基因靶向編輯技術TALEN。通過改變TALE蛋白重復單元兩個關鍵氨基酸，即可使TALE靶向感興趣的目標DNA序列，與ZFN技術相比，其分子設計更加簡單?；谶@些技術，學界已在哺乳動物細胞、果蠅、斑馬魚和擬南芥等生物系統中實現了基因編輯。

與巨核酸酶相比，ZFN和TALEN盡管在一定程度上提升了基因編輯工具使用的靈活性，但這些技術均依賴于蛋白質和DNA之間的復雜相互作用，來識別核酸底物，如需靶向新的基因位點，則需要對DNA序列特異性識別蛋白模塊進行重編程和合成，這往往涉及對系統的深入理解、實驗經驗及篩選試錯過程等，煩瑣且耗時。CRISPR-Cas技術的出現為基因編輯領域帶來了重大變革。這項技術擺脫了巨核酸酶、ZFN和TALEN基因編輯工具在DNA識別過程中對蛋白質的需求，是一種由RNA引導的DNA靶向編輯技術，為基因編輯帶來了全新的分子底盤。2012—2013年，來自美國和法國的多個研究團隊報道了CRISPR-SpCas9系統可用于靶向基因編輯。CRISPR-SpCas9系統包含負責執行DNA切割功能的SpCas9蛋白和引導RNA，其中的引導RNA可與靶標DNA通過堿基互補配對相結合，具有優良的可編程性，可根據靶標位點進行自由設計。由于該系統簡便的分子架構和設計方式，以及較高的基因編輯效率，其應用出現了爆發式的增長，被廣泛用于基礎研究、微生物工程化改造、農作物育種，以及疾病治療等多種場景。

此外，研究者們還對CRISPR-Cas系統進行了廣泛的挖掘鑒定，以及深入的活性和機理表征等。目前已鑒定到的CRISPR-Cas系統主要可分為兩類，其中Ⅰ類具有多蛋白組分效應器，Ⅱ類則具有單一蛋白組分效應器。由于Ⅱ類系統的分子構造更為簡潔，在應用層面具有更大的優勢，研究者們主要關注于此類系統。例如，常用于DNA靶向切割的Cas9和Cas12a系統，以及用于RNA靶向切割的Cas13a/b系統等。這些發現為基因靶向敲除、敲入、敲低等提供了有效的分子工具，擴充了CRISPR-Cas系統的應用場景和維度。

CRISPR-Cas基因編輯工具存在著多種限制

雖然傳統的巨核酸酶、ZFN、TALEN及CRISPR-Cas系統中的SpCas9、Cas12a和Cas13a/b等工具為基因的靶向操縱提供了有效解決方案，但也面臨著諸多問題。特別是現已成為基因編輯領域核心技術的CRISPR-Cas系統，在應用中仍面臨多種挑戰：Cas蛋白的長度通常超過了1 000個氨基酸，對應的編碼序列較長，給細胞遞送帶來了挑戰。 CRISPR-Cas系統在識別靶標DNA時，還需要靶標區域附近的序列滿足PAM序列要求。例如，SpCas9偏好G富集的PAM序列，從而限制了在基因組中可選的編輯窗口范圍。CRISPR-Cas技術還面臨著脫靶效應以及免疫反應性等問題，亦在一定程度上限制了其廣泛應用。為應對這些挑戰，研究人員展開了多方面的探索，包括廣泛的新型系統挖掘與改造、開發精準編輯工具和插入工具，以及開發基于RNA的基因編輯工具等，形成了維度多樣化的新型基因編輯工具開發模式。

新型基因編輯工具開發的模式

CRISPR-Cas系統的擴展與優化

CRISPR-Cas系統中負責底物切割的Cas蛋白通常編碼序列較長，使其在高效的細胞遞送方面面臨挑戰，這也是其應用中存在的關鍵技術瓶頸之一。對此，研究者們積極開展數據挖掘，力圖發現新型的小型CRISPR-Cas系統，從而推動基因編輯技術的更廣泛應用。2019年，美國加州大學伯克利分校的團隊對一類來自非致病菌的小型CRISPR-Cas12e（CasX）核酸酶進行了深入研究，發現其具有TTCN的PAM序列偏好性，且在細菌和人源細胞中都具有編輯活性。值得注意的是，CasX與傳統的Cas9和Cas12a系統截然不同，其引導RNA相對較大，而Cas蛋白組分則較小，且包含全新的結構域，整體呈現出了全新的分子構象，代表著一類新型的基因編輯系統。2020年，立陶宛維爾紐斯大學團隊發現了超迷你型Cas12f核酸酶（含有約400—600個氨基酸），這一新型核酸酶被證明在細菌中具有雙鏈DNA切割活性，且具有T或C富集的PAM序列偏好性，拓展了在基因組中的可靶向范圍。輝大（上海）生物科技有限公司（以下簡稱“輝大基因”）研發團隊進一步開發了兩種在哺乳動物細胞中基因編輯效率最高超過90%的新型CRISPR-Cas12f系統——enOsCas12f1和enRhCas12f1?；谇罢?，研發團隊還開發了活性可被精確調控的DD-enOsCas12f1系統、表觀編輯工具miniCRISPRoff，以及基因表達激活工具denOsCas12f1-VPR。此外，2023年，清華大學團隊綜合生物信息學、生物化學、細胞生物學及結構生物學等多學科方法，發現并鑒定了一類來源于非致病菌的小型CRISPR-Casπ系統，該系統含有約860個氨基酸，具有C富集的PAM序列，能夠耐受廣譜的生化條件，并在哺乳動物細胞中展現了顯著的基因編輯活性。研究人員進一步利用冷凍電鏡技術成功解析了CRISPR-Casπ系統的結構，發現其結構特征顯著不同于已知系統，有望成為未來微生物和動植物基因編輯工作的又一得力工具。這些創新不僅豐富了基因編輯工具箱，也為基因編輯技術進入“迷你時代”奠定了基礎。

針對CRISPR-Cas系統脫靶效應和部分系統活性較低的問題，學界則從蛋白質和RNA兩個維度，展開了廣泛探索，以創制精準高效基因編輯工具，滿足應用場景需求。在蛋白質方面，定向進化作為一種常用的工程改造方法，通過引入隨機突變，構建包含大量突變體的文庫，并結合高效篩選策略，篩選出具有顯著功能提升的突變體。韓國研究團隊即通過這種思路，對Cas9進行了優化，在不損失在靶效率的情況下，降低了脫靶效應，提升了特異性。此外，隨著對Cas蛋白三維結構和催化機制的深入了解，基于理性設計和半理性設計對Cas蛋白進行工程化改造，逐漸成為一種優化提升CRISPR-Cas系統的有力手段。美國Broad研究所研究團隊關注于Cas9蛋白與DNA底物結合的區域，對正電荷氨基酸進行丙氨酸替換篩選，獲得了高特異性的Cas9編輯工具。類似地，美國的其他多個研究團隊也獲得了多種高特異性的Cas核酸酶工具。在RNA方面，2022年清華大學與加州大學伯克利分校團隊合作，利用冷凍電鏡解析PlmCasX的三維結構，并與DpbCasX進行對比，揭示了二者在體內外DNA切割活性差異的結構基礎，并通過對引導RNA的結構優化，顯著提高了DpbCasX和PlmCasX的基因編輯效率，為CRISPR-Cas系統的優化與改造提供了新的思路。德國研究團隊也關注于RNA，通過設計其恒定區域的發夾結構并引入化學修飾，有效提高了gRNA的結構穩定性，減少了錯誤折疊的風險，并增強了抗核酸酶降解能力，提高了基因編輯效率。

除了對CRISPR-Cas系統本身進行挖掘和優化之外，學界還對可與CRISPR-Cas系統發生相互作用來提升其活性的輔助元件進行了挖掘。2024年，清華大學研究團隊系統性地分析了Cas9蛋白的分子進化軌跡，并據此鑒定到了一類新型基因編輯輔助元件PcrIIC1。結果表明，PcrIIC1蛋白可以通過二聚化與CbCas9形成CbCas9-PcrIIC1異源四聚體，從而增強CRISPR-CbCas9系統對靶標DNA的搜尋、結合和切割效率，提高細菌對噬菌體的抵抗能力，為基于新型輔助元件的高效CRISPR-Cas基因編輯工具開發奠定了重要基礎。

堿基編輯

單核苷酸變異是影響人類疾病及動植物經濟性狀的關鍵遺傳因素。如何更加高效、精準地實現基因組中的堿基替換，以應對單核苷酸變異，成為生命科學領域的研究核心之一。堿基編輯（BE）技術是基于CRISPR-Cas系統開發的新型精準基因編輯技術，通過將沒有酶切活性的Cas蛋白或僅具有單鏈切割活性的Cas蛋白與堿基修飾酶融合，從而在不引入雙鏈斷裂的情況下，實現對目標基因堿基的精確替換。

2016年，哈佛大學研究團隊在這一思路的基礎上，對脫氨酶種類、融合位置及連接方式進行了優化，形成了第一代工具BE1。研究表明，編輯所產生的U堿基容易被尿嘧啶DNA糖基酶識別并切除，導致無堿基位點的形成，從而引發非預期的插入或刪除。為提升目標編輯效率，該團隊又采取了融合尿嘧啶糖基酶抑制劑，以及用具有單鏈切割活性的nCas9替代無切割活性dCas9的策略，獲得了BE2和BE3工具。接下來，該團隊又進一步增加了UGI的融合次數，推出了第4代工具BE4，并通過對BE4進行密碼子優化并引入核定位序列，進一步提高了工具的效率，最終開發出了堿基編輯工具BE4max。

研究顯示，大多數單堿基遺傳病是由G到A的突變引起的，而胞嘧啶堿基編輯器（CBE）僅能實現C到T的點突變，因此研究者開始著眼于腺嘌呤堿基編輯器（ABE）系統的開發。然而，自然界并沒有已知的DNA腺嘌呤脫氨酶。為此，哈佛大學研究團隊挑選大腸桿菌來源的TadA脫氨酶，通過抗生素篩選系統進行定向進化，最終篩選出了人工進化的腺嘌呤脫氨酶。該腺嘌呤脫氨酶與nCas9融合，在RNA引導下可靶向基因組DNA，實現A到G的定點突變。

值得注意的是，2023年，為了克服現有堿基編輯器面臨的可選工具底盤有限、系統體積較大，以及存在脫靶效應等問題，中國科學院遺傳與發育生物學研究所聯合蘇州齊禾生科生物科技有限公司研究團隊通過大規模蛋白結構預測和聚類，對脫氨酶開展了深入挖掘，鑒定到了全新的脫氨酶底盤工具，并開發出了高活性、高特異性的新型堿基編輯器，為動植物中的廣泛應用提供了新的工具。此外，在2024年，中國科學院天津工業生物技術研究所、輝大基因和北京大學還采取了摒棄使用脫氨酶的傳統編輯模式，轉而使用DNA糖基酶進行堿基切除，并依賴細胞內源的修復機制完成堿基編輯，分別實現了對胸腺嘧啶的靶向編輯，拓展了現有的堿基編輯模式。

重要的是，堿基編輯器的出現突破了傳統CRISPR-Cas系統的限制，將其從原本的DNA切割“手術刀”升級為能夠精確修正特定堿基的“修正液”。由于其所具有的高效、不產生DNA雙鏈斷裂、不需要供體DNA等優點，在精準醫療和作物育種等領域展現出了廣闊的應用前景，例如用于血色素沉著癥、肌營養不良癥、癌癥、罕見肝病等疾病的治療，以及用于賦予農作物除草劑抗性等多元化場景。

先導編輯

2019年，美國哈佛大學研究團隊為了拓展精準基因編輯模式，并實現小片段DNA的靶向插入與刪除，對CRISPR-Cas9系統進行了創新性的改造：一方面在RNA末端加入了引物結合位點和逆轉錄模板序列，另一方面，將具有單鏈切割活性的Cas9與逆轉錄酶融合，形成了先導編輯器（PE）。這一新型工具可不依賴DNA雙鏈斷裂或DNA供體，在人類細胞中進行小片段的靶向插入、刪除及各種堿基替換，為精準基因編輯開辟了新的方向。

初始版本PE1的編輯效率相對較低，因此該研究團隊通過對逆轉錄酶序列進行突變，推出了PE2版本，提高了編輯效率。研究人員還增加了可介導互補鏈切割的引導RNA，輔以進一步優化，開發了PE3和PE3b版本，進一步提升了編輯效率，降低了非目標插入或刪除的比率。2021年，美國哈佛大學與普林斯頓大學的合作團隊發現，DNA錯配修復途徑在一定程度上抑制了先導編輯的效率和精確性。通過對此途徑進行抑制，研究人員觀察到編輯效率的顯著提升?；谶@一發現，他們在PE2和PE3的基礎上，共表達錯配修復途徑抑制蛋白，開發了PE4和PE5系統，使編輯效率分別提高了7.7倍和2倍。進一步通過密碼子優化、Cas9的氨基酸突變及增加核定位序列，開發了PEmax系統，再次提升了編輯效率。在與鐮狀細胞貧血癥等疾病治療相關的6個基因靶點上進行編輯測試時，PE4max和PE5max均顯示出顯著的編輯效率提升和非目標插入或刪除效應的降低。2023年，美國哈佛大學研究團隊通過噬菌體輔助進化技術對原始PE進行定向進化，又獲得了具有全新逆轉錄酶的PE6，與PEmax相比分子尺寸更小，且效率更高。2024年，美國普林斯頓大學的團隊進一步發現了與PE編輯效率密切相關的La小RNA結合蛋白，其可以結合PE系統中RNA組分的3’末端，從而可能通過提高RNA的穩定性來提高編輯效率，并據此開發了PE7系統，在多個疾病治療相關靶點和3種細胞系中，證明其具有顯著的效率提升。

先導編輯技術已經在動植物細胞等多種生物系統中表現出了強大的精準基因編輯能力。在植物領域，中國科學院遺傳與發育生物學研究所的團隊率先在水稻和小麥兩種重要農作物中開發并優化了植物先導編輯器；此后，又在水稻全基因組范圍內評估了先導編輯的脫靶效應，證明該系統具有較高的特異性和安全性，還對系統設計進行了優化，為其在植物領域的應用奠定了堅實基礎。接下來，團隊進一步對逆轉錄酶進行了改造，并引入了病毒核衣殼蛋白元件，作為核酸的分子伴侶，顯著提升了植物基因編輯效率，同時未發現非目標編輯效應的顯著增加?；谶@一技術，團隊還成功培育了可耐受除草劑的水稻植株，為先導編輯在農業育種、作物改良等相關領域的廣泛應用提供了優良范式。

與此同時，先導編輯技術的臨床應用也在快速推進。目前，其已在杜氏肌營養不良癥、先天性黑蒙癥、酪氨酸血癥、α-1抗胰蛋白酶缺乏癥和苯丙酮尿癥等疾病模型中被證明有效。2024年，PE基因編輯療法獲得了美國食品藥品監督管理局的批準，將開展1/2期臨床試驗，用于治療慢性肉芽腫病，旨在評估其在兒童和成年患者中的安全性和有效性。這標志著先導編輯技術在基因治療中的潛力正得到越來越廣泛的認可，為精準醫學打開了新的局面。

基因插入工具

盡管PE系統可以用于DNA的靶向插入，但是可插入的片段通常較短，大約僅為50個堿基對，而2023年報道的TJ-PE系統則可在哺乳動物細胞中靶向插入約為800個堿基對的DNA片段，整體而言，僅依賴于PE系統尚不能滿足大片段靶向插入需求。為拓展核酸插入工具箱，近年來學界關注于轉座子等系統，創制了一系列的基因片段靶向插入系統。

轉座子是一類可以在基因組中跳躍的天然可移動元件，根據轉座中間體的不同，可分為逆轉錄轉座子和DNA轉座子。其中，前者會先通過轉錄得到RNA，之后再進行逆轉錄合成DNA，插入到新的靶標位點；而后者則被從原始位點剪切出來，以DNA的形式直接插入新的位點。

2023年，清華大學研究團隊關注于R2逆轉錄轉座子，闡明了其RNA組分調控轉座過程的機制，并在此基礎上對系統進行了改造設計，在哺乳動物細胞中實現了基因片段靶向插入。此項研究通過冷凍電子顯微鏡技術解析獲得了R2逆轉錄轉座子在不同狀態下的高分辨率三維結構，并綜合運用生物化學手段驗證，表明R2逆轉座子的mRNA中具有兩段結構性的RNA，可調控兩條靶標DNA鏈的先后切割次序，以巧妙地保障基因片段通過逆轉錄轉座反應插入新的靶標位點。進一步，基于對RNA結構和功能的認知，該團隊還對RNA進行了精簡，在HEK293T細胞中靈敏地檢測到了有效基因插入事件的發生，從而為開發新的基因插入工具奠定了重要基礎。同一時期，美國Broad研究所團隊也解析了R2逆轉錄轉座子在基因組中進行靶向插入的機制，并嘗試了通過Cas9引導，對靶標位點進行精準的序列插入，亦為開發基于轉座子的基因插入工具帶來了新的啟發。2024年，中國科學院動物研究所的研究團隊還針對R2逆轉錄轉座子進行了系統性的挖掘和分析，并在哺乳動物細胞中構建了基因插入活性篩選系統，成功鑒定到了一種來源于鳥類基因組的R2Tg系統，團隊成員進一步通過工程化改造，獲得了en-R2Tg系統，并在人類肝細胞中觀察到可達25%的基因整合效率，在小鼠胚胎中的基因整合效率更是超過了60%，從而建立了一套高效精準的基因寫入技術，為基因靶向插入提供了新的底盤工具。類似地，美國加州大學伯克利分校的研究團隊也在2024年，基于R2系統建立了名為PRINT的精準插入技術，在人類原代細胞系中實現了基因靶向插入。

針對DNA轉座子，美國Broad研究所的團隊于2019年，在藍藻中鑒定出了與CRISPR-Cas系統偶聯的Tn7樣轉座系統，被稱為CAST系統（CRISPR-associated Tn7 transposon）；其中的Tn7樣轉座酶可以與CRISPR-Cas系統相互作用，并通過其引導，在大腸桿菌中向靶標位點插入長達10 kb的DNA片段。同年，美國哥倫比亞大學的研究團隊在霍亂弧菌中，也鑒定到了類似的系統，并在細菌中證實其具有精準的DNA片段插入能力。

除了上述介紹的系統，研究人員還采取了單鏈DNA退火蛋白與Cas9偶聯或PE系統與整合酶聯用等策略，在人類細胞和植物細胞等場景中亦實現了基因的靶向插入。值得一提的是，Arc研究所團隊關注于插入序列元件，在2024年又報道了一種由橋式RNA引導的重組酶，可執行DNA靶向插入、刪除，以及倒位，并且具有良好的重編程能力，展現出了廣闊的應用前景。此外，學界目前還在大量挖掘可以執行多維度基因編輯的新型底盤工具。2024年，中國科學院動物研究所的研究團隊建立了生物信息學挖掘流程，在無脊椎和脊椎動物基因組中鑒定到了大量具有潛在活性的DNA轉座子，并進一步在人類細胞中建立了的高通量篩選平臺，發現了40個具有轉座活性的轉座子，極大地擴充了現有的活躍DNA轉座子數據庫，為基因片段插入相關的應用場景提供了大量新型可選工具。

以RNA為基礎的基因編輯工具

2024年，清華大學研究團隊關注于第二類內含子，首次鑒定到了一類可通過水解機制，執行DNA靶向切割的RNA核酶，并在細菌和哺乳動物細胞中，分別證實其具備DNA切割能力，為基因編輯提供了全新的分子平臺。第二類內含子也是一類逆轉錄轉座子，其編碼的內含子RNA，可在細菌或真核細胞器中的DNA上，通過“復制—粘貼”的方式，在靶標位點進行逆轉錄擴增。這段內含子RNA通常包含結構性元件和蛋白質編碼序列兩部分，后者所編碼的蛋白質分子可與RNA的結構性元件部分結合，在宿主的DNA序列中靶向并切割目標位點，發生逆轉座擴增，形成多個拷貝。有趣的是，研究團隊發現盡管一些第二類內含子RNA僅包含結構性元件，不含蛋白質編碼序列，無法翻譯產生蛋白質分子，但仍具有多個拷貝，暗示這些結構性的RNA分子，可能依賴自身，即可完成靶標位點的識別和切割，以促進其擴增。

基于這一大膽假設，研究團隊進行了系統性的挖掘，在多種細菌中鑒定到了這種類型的RNA，并通過深入的體外活性驗證實驗，首次證實了RNA分子可通過水解機制靶向切割DNA，并將這一類全新發現的RNA分子命名為水解型核酸內切核酶（HYER）。接下來，團隊成員在大腸桿菌和HEK293T細胞中開展了活性驗證，鑒定出了在兩套實驗體系中均具備DNA靶向切割能力的HYER1分子。此外，團隊成員還通過冷凍電子顯微鏡技術解析獲得了HYER1的高分辨率三維結構，并據此進行了多種理性設計，有效提高了對靶標序列識別的特異性和切割活性，證明HYER1分子可以兼容多維度的分子設計，具有良好的改造能力，可用于多種基因編輯場景。這項研究工作不僅首次報道了一類全新的第二類內含子RNA核酶，擴充了RNA分子數據庫，更新了科學界對RNA功能的理解，也革新了傳統的基因編輯工具開發模式，將基因編輯所需的DNA識別和切割能力都集成在了單一而簡潔的RNA分子上，為開發基于RNA的全新基因編輯平臺提供了堅實基礎，具有重要的理論意義和應用潛力。

基因編輯技術未來關鍵創新方向展望

智能化基因編輯工具的開發與應用

隨著人工智能技術的迅速發展，智能化基因編輯工具的開發正在成為推動基因編輯領域進步的重要因素。人工智能輔助的基因編輯工具優化，有望提高編輯效率和特異性，為研究人員提供更加高效、精準的解決方案，從而可以強有力地推動基礎生物學研究、工程化菌株改造、復雜疾病的精準治療和農作物性狀改良等領域的快速發展。

在基因編輯工具的優化方面，已有的部分工具雖然表現出了較高的基因編輯能力，但在實際應用過程中，在特定生物體內的編輯場景下，編輯效率和特異性仍存在提升空間。人工智能輔助的新型功能元件挖掘和設計方法，已經在多項工作中幫助研究人員發現了全新的高效精準編輯工具，能夠克服傳統工具面臨的局限性。進一步拓展人工智能在工具開發和優化方面的應用，將有助于為復雜生物系統中的精確操作提供更多解決方案。在靶點選擇方面，基于機器學習算法，可以整合基因組序列、表觀遺傳修飾和三維基因組結構等信息，優化功能性靶點的選擇，同時盡可能規避脫靶效應。這種多層次的整合分析不僅能夠加速應用推進和效果評估，還能提高編輯的安全性。未來，隨著人工智能技術的進一步發展，智能化基因編輯工具將為生命科學研究開辟更多可能性。

多維度基因編輯工具開發

現有基因編輯技術主要集中在DNA層面的操作，近年來，RNA層面的靶向編輯工具開發與應用也逐步吸引了學界的注意。與DNA編輯相比，RNA編輯具有暫時性和可逆性的特點，在需要短期干預的場景中更具優勢，同時其無需對遺傳物質進行直接修改，也具有更加優良的安全性。此外，RNA編輯工具還可用于對功能性非編碼RNA進行調控，拓展基因編輯操作的維度，為多元應用需求提供更多選擇。未來的研究還可進一步拓展到蛋白質層面。例如，實現對蛋白質序列和結構進行人為調控，從而影響其催化功能或與其他生物分子的相互作用，進而得以對復雜的生命系統網絡進行精細操縱，形成一套多維度整合的全鏈條式編輯工具系統，為生物體系的全局化理解提供強有力的底盤工具支撐。

遞送方式優化與安全性提升

基因編輯技術的實際應用不僅依賴于編輯工具本身的性能，還高度依賴于遞送系統的效率和安全性。遞送方式的優化與安全性提升亦是未來基因編輯技術從實驗室走向臨床和產業化應用的關鍵。

當前，基因編輯工具的遞送方式主要包括病毒載體（如腺病毒和慢病毒）、非病毒載體（如脂質納米顆粒和電穿孔，以及直接注射核酸或核酸蛋白質復合物）。盡管這些方法在不同場景下各有優勢，但在遞送效率、組織特異性和免疫原性方面仍存在改進空間。此外，基因編輯的脫靶效應可能引發嚴重的不良反應，而遞送系統的不精準性會進一步放大這一風險。因此，提高編輯工具的空間和時間特異性具有重要意義。例如，可利用高靶向性的配體或抗體修飾遞送載體，來實現對特定組織或細胞的精準遞送。此外，光控、熱控和化學小分子誘導的靶向激活或釋放系統也是學界關注的研究熱點，這些系統能夠在特定刺激下激活編輯工具，從而減少對非目標組織的影響。而在臨床應用方面，遞送方式的選擇和優化還需要考慮復雜組織環境中的障礙，如血腦屏障和腫瘤微環境等。上述問題的不斷優化和解決，將有效提升基因編輯工具的有效性和安全性，加速基因編輯技術的臨床和產業化應用轉化。

（作者：劉子賢、李承平、劉俊杰，清華大學生命科學學院 清華大學北京生物結構前沿研究中心 清華大學膜生物學國家重點實驗室 清華大學生命科學聯合中心?！吨袊茖W院院刊》供稿）